Д.Ю. Акимов1, М.Н. Макарова2, М.А. Акимова3, С.О. Хан4, П.Д. Шабанов5

1–4 АО НПО «ДОМ ФАРМАЦИИ» (Ленинградская область, Всеволжский район, г.п. Кузьмоловский, Россия)

1,5 ФГБНУ Институт экспериментальной медицины (Санкт-Петербург, Россия)

1 akimov.du@doclinika.ru, 2 makarova.mn@doclinika.ru, 3 akimova.ma@doclinika.ru, 4 han.so@doclinika.ru, 5 shabanov.pd@iemspb.ru

Постановка проблемы. При проведении токсикологических и биомедицинских исследований достаточно часто животные подвергаются процедурам, требующим общей анестезии. Антихолинергические препараты, в том числе атропин, обычно вводят животным, подвергающимся общей анестезии, с целью премедикации, которая обеспечивает защиту сердечной функции, предотвращает брадикардию и риск развития аритмии, уменьшает секрецию бронхиальных и слюнных желез. Литературные данные подтверждают широкое применение атропина в протоколах анестезиологического обеспечения лабораторных животных. В свою очередь, при проведении исследования безопасности тестируемых объектов – кандидатов в лекарственные средства – достоверно не установлено, может ли атропин влиять на показатели крови, оцениваемые при токсикологических и иных фармакологических экспериментах.

Цель работы – изучение влияния атропина сульфата на картину крови у мышей, крыс, сирийских хомячков и морских свинок по параметрам, анализируемым в токсикологических и фармакологических исследованиях.

Результаты. На основании проведенного исследования были установлены: а) статистически значимые изменения аспартатаминотрансферазы – у всех видов животных; у мышей – моноцитов, тромбоцитов, гемоглобина, холестерина и триглицеридов; у сирийских хомячков – моноцитов и тромбоцитов, гемоглобина и гематокрита; у морских свинок – гемоглобина; б) отклонения от референсных интервалов по уровню моноцитов и гемоглобина у мышей, гематокрита у крыс и гранулоцитов – у самок крыс; в) отсутствие клинически значимых отклонений в системе белой и красной крови, а также в работе внутренних органов, которое подтверждается биохимическим анализом крови.

Практическая значимость. Полученные данные могут помочь интерпретировать и дифференцировать изменения, полученные в исследовании при действии атропина от действия препаратов – кандидатов в лекарственные средства.

Акимов Д.Ю., Макарова М.Н., Акимова М.А., Хан С.О., Шабанов П.Д. Влияние атропина на показатели крови лабораторных грызунов // Технологии живых систем. 2024. T. 21. № 2. С. 54-64. DOI: https://doi.org/10.18127/j20700997-202402-05

1. Тихонова Г.А., Котов О.В., Маркин А.А. Биомаркеры как инструменты медико-биологического мониторинга и контроля (Обзор литературы. Часть 2) // Технологии живых систем. 2023. Т. 20. № 4. С. 5–18. DOI: 10.18127/j20700997-202304-01
2. Brock K.A. Preanaesthetic use of atropine in small animals // Australian Veterinary Journal. 2001. V. 79. № 1. P. 24–25. DOI: 10.1111/j.1751-0813. 2001.tb10632.x
3. Elibrary официальный сайт – Россия. URL: https://www.elibrary.ru/defaultx.asp (дата обращения: 29.10.2023).
4. Кадомцев Д.В., Пасечникова Е.А., Голубев В.Г. Золетил-ксилазиновый наркоз в экспериментах у крыс // Международный журнал прикладных и фундаментальных исследований. 2015. № 5–1. С. 56–57.
5. Wu J. et al. Anesthesia and Intubation of Preadolescent Mouse Pups for Cardiothoracic Surgery // Journal of Visualized Experiments. 2022. № 184. P. e64004. DOI: 10.3791/64004
6. Jamal M.A. et al. Safety and efficacy of ketamine xylazine along with atropine anesthesia in BALB/c mice // Brazilian Journal of Pharmaceutical Sciences. 2019. V. 55. DOI: 10.1590/s2175-97902019000317231
7. Scioscia N.P. et al. Development of an improved anesthesia protocol to increase CF1 mice survival in a portal vein infection with Echinococcus granulosus sensu lato protoscoleces // Heliyon. 2021. V. 7. № 3. P. e06496. DOI: 10.1016/j.heliyon. 2021.e06496
8. Scioscia N.P. et al. How to improve the survival of female cf-1 mice during the infection via the portal vein with Echinococcus granulosus protoscoleces. 2021.
9. Wang Y. et al. A mouse model of cardiogenic shock // Cardiovascular Research. 2021. V. 117. № 12. P. 2414-2415. DOI: 10.1093/cvr/cvab290
10. Liu B. et al. The Role of Voltage-Gated Sodium Channel 1.8 in the Effect of Atropine on Heart Rate: Evidence from a Retrospective Clinical Study and Mouse Model // Frontiers in Pharmacology. 2020. V. 11. P. 1163. DOI: 10.3389/fphar.2020.01163
11. Mihaela M.C. et al. Effect of isoflurane anesthesia on autonomic nervous system stimulation/inhibition in rats // Acta Medica Marisiensis. 2019. V. 65. P. 10–11.
12. Vovk A.N. et al. Principles of therapy and care of laboratory animals after chronic administration into Xylasine-Zoletyl® Anesthesia // International Journal of Veterinary Science and Research. 2020. V. 6. № 1. P. 114–117. DOI: 10.17352/ijvsr.000062
13. Correa F.C.F. et al. Respiratory mechanics and lung histology in normal rats anesthetized with sevoflurane // Journal of Applied Physiology. 2001. V. 91. № 2. P. 803–810. DOI: 10.1152/jappl.2001.91.2.803
14. Sencio V. et al. Alteration of the gut microbiota’s composition and metabolic output correlates with COVID-19-like severity in obese NASH hamsters // Gut microbes. 2022. V. 14. № 1. P. 2100200. DOI: 10.1080/19490976.2022.2100200
15. Wenzel J. et al. The SARS-CoV-2 main protease Mpro causes microvascular brain pathology by cleaving NEMO in brain endothelial cells // Nature neuroscience. 2021. V. 24. № 11. P. 1522–1533. DOI: 10.1038/s41593-021-00926-1
16. Hoffman S., Alvares D., Adeli K. GLP-1 attenuates intestinal fat absorption and chylomicron production via vagal afferent nerves originating in the portal vein // Molecular Metabolism. 2022. V. 65. P. 101590. DOI: 10.1016/j.molmet.2022.101590
17. Mukherjee P. et al. Role of animal models in biomedical research: a review // Laboratory Animal Research. 2022. V. 38. № 1. P. 1–17. DOI: https://doi.org/10.1186/s42826-022-00128-1
18. Arguelles J. et al. Intrabiliary pressure changes produced by narcotic drugs and inhalation anesthetics in guinea pigs // Anesthesia and Analgesia. 1979. V. 58. № 2. P. 120–123.
19. Sixtus R.P. et al. Nitrous oxide improves cardiovascular, respiratory, and thermal stability during prolonged isoflurane anesthesia in juvenile guinea pigs // Pharmacology research & perspectives. 2021. V. 9. № 1. P. e00713. DOI: 10.1002/prp2.713
20. Kenmochi M. et al. The effect of systemic administration of salicylate on the auditory cortex of guinea pigs // Plos one. 2021. V. 16. № 11. P. e0259055. DOI: 10.1371/journal.pone.0259055
21. Тихонова Г.А., Котов О.В., Маркин А.А. Биомаркеры как инструмент медико-биологического мониторинга и контроля (Обзор литературы. Часть 1) // Технологии живых систем. 2023. Т. 20. № 2. С. 18–26. DOI: 10.18127/j20700997-202302-02
22. Roberts S.M., James R.C., Williams P.L. (ed.). Principles of toxicology: environmental and industrial applications. John Wiley & Sons. 2022.
23. Мирошников М.В., Макарова М.Н. Вариабельность биохимических показателей крови и установление референсных интервалов в доклинических исследованиях. Сообщение 4: мыши // Лабораторные животные для научных исследований. 2021. № 3. DOI: 10.29296/2618723X-2021-03-08
24. Войтенко Н.Г., Макарова М.Н., Зуева А.А. Вариабельность биохимических показателей крови и установление референсных интервалов в доклинических исследованиях. Сообщение 1: крысы // Лабораторные животные для научных исследований. 2020. № 1. DOI: 10.29296/2618723X-2020-01-06
25. Мирошников М.В., Султанова К.Т., Ковалева М.А., Макарова М.Н. Вариабельность биохимических показателей крови и установление референтных интервалов в доклинических исследованиях. Сообщение 8: сирийские хомячки // Лабораторные животные для научных исследований. 2023. № 2. DOI: 10.57034/2618723X-2023-02-08
26. Мирошников М.В., Султанова К.Т., Ковалева М.А., Макарова М.Н. Вариабельность биохимических показателей крови и установление референтных интервалов в доклинических исследованиях. Сообщение 7: морские свинки // Лабораторные животные для научных исследований. 2022. № 3. DOI: 10.57034/2618723X-2022-03-01
27. Абрашова Т.В., Гущин Я.А., Ковалева М.А. и др. СПРАВОЧНИК. Физиологические, биохимические и биометрические показатели нормы экспериментальных животных: Доклинические исследования. Санкт-Петербург: ООО "Издательство "ЛЕМА". 2013. 116 с.
28. Сорокина А.В., Алексеева С.В., Еремина Н.В., Дурнев А.Д. Опыт проведения клинико-лабораторных исследований в доклинической оценке безопасности лекарств (часть 2: биохимические и патоморфологические исследования) // Ведомости Научного центра экспертизы средств медицинского применения. Регуляторные исследования и экспертиза лекарственных средств. 2019. Т. 9. № 4. С. 272–279. DOI: 10.30895/1991-2919-2019-9-4-272-279
29. Коптяева К.Е., Гущин Я.А., Беляева Е.В. и др. Методика вскрытия и извлечения органов лабораторных животных. Сообщение 4: морская свинка, песчанка, дегу // Лабораторные животные для научных исследований. 2019. № 2. С. 5. DOI: 10.29296/2618723X-2019-02-05
30. Коптяева К.Е., Гущин Я.А., Беляева Е.В. и др. Методика вскрытия и извлечения органов лабораторных животных. Сообщение 3: хомячок // Лабораторные животные для научных исследований. 2019. № 1. С. 15–39. DOI: 10.29296/2618723X-2019-01-02
31. Душенина О.А., Карпенко Л.Ю., Васильева С.В. Анализ методов взятия крови у экспериментальных крыс // Ветеринария Кубани. 2022. № 6. С. 21–24. DOI: 10.33861/2071-8020-2022-6-21-24