З.К. Никитина1, Э.М. Насибов2, И.К. Гордонова3, П.С. Савин4

1-4 ФГБНУ Всероссийский научно-исследовательский институт
лекарственных и ароматических растений – ВИЛАР (Москва, Россия)

Постановка проблемы. В последнее время в медицине особое внимание уделяется методам, основанным на неинвазивных подходах, в том числе с использованием так называемых «терапевтических» ферментов, обеспечивающих выраженный эффект при низких концентрациях и физиологических условиях. К таким ферментам относятся коллагеназы – эндопептидазы, катализирующие химические процессы и разрушающие пептидные связи в коллагене. Коллаген — основной структурный белок межклеточного матрикса, играющий важную роль в физиологических и патологических процессах в организме. В связи с этим ферменты, гидролизующие белок, имеют значительный потенциал для использования в медицине. Кроме того, коллагеназы могут применяться в пищевой промышленности, фармации, для решения экологических проблем. Все сказанное выше определяет актуальность поиска новых продуцентов коллагенолитических протеаз и оптимизацию условий синтеза ферментов.

Цель работы – изучение влияния условий культивирования Aspergillus fumigatus на секрецию коллагенолитических протеаз.

Результаты. Объектом исследования являлся микромицет A. fumigatus F 22 из коллекции микромицетов ФГБНУ ВИЛАР. Выявлены факторы экзогенной регуляции, влияющие на скорость роста и коллагенолитическую активность A. fumigatus. Найдены оптимальный состав модифицированной среды и количество посевного материала при погруженном культивировании. Обнаружено, что способ инокуляции при погруженном культивировании определяет параметры роста и секрецию коллагенолитических ферментов грибом. Выбраны оптимальные условия культивирования. Проведено масштабирование процесса ферментации A. fumigatus F 22, подтвердившее перспективность использования микромицета в качестве продуцента коллагенолитических протеаз.

Практическая значимость. Полученные результаты могут служить основой для дальнейшей разработки технологии получения новых коллагенолитических протеаз с использованием A. fumigatus.

Никитина З.К., Насибов Э.М., Гордонова И.К., Савин П.С. Влияние условий культивирования Aspergillus fumigatus на секрецию коллагенолитических протеаз // Технологии живых систем. 2023. T. 20. № 2. С. 53-62. DOI: https://doi.org/10.18127/ j20700997-202302-06

1. Bond J.S. Proteases: history, discovery, and roles in health and disease // J. Biol. Chem. 2019. V. 294 (5). P. 1643–1651.
2. Patel S., Homaei A., El-Seedide H.R., Akhtar N. Cathepsins: proteases that are vital for survival but can also be fatal // Biomed. Pharmacothe. 2018. V. 105. P. 526–553.
3. Данилова Н.В. Экспрессия маркеров желудочной и кишечной дифференцировки в раке желудка: обзор литературы // Технологии живых систем. 2023. T. 20 (1). С. 16–26.
4. Tigabu B.M., Agide F.D., Mohraz M., Nikfar S. Atazanavir/ritonavir versus Lopinavir/ritonavir-based combined antiretroviral therapy (cART) for HIV-1 infection: a systematic review and meta-analysis // Afr. Health. Sci. 2020. V. 20 (1). P. 91–101.
5. Савина А.Д., Станчук А.Е. Влияние SARS-CoV-2 на иммунную систему и возможности иммунотерапии // Технологии живых систем. 2020. T. 17 (5). С. 35−53.
6. Kumar L., Jain S.K. Proteases: a beneficial degradative enzyme in therapeutic applications // Inter. J. Sci. Res. Biol. Sci. 2018.
   V. 5(4). P. 114–118.
7. Agbowuro A.A., Huston W.M., Gamble A.B., Tyndall J.D.A. Proteases and protease inhibitors in infectious diseases // Med. Res. Rev. 2018. V. 38 (4). P. 1295–1331.
8. Waycaster C., Carter M.J., Gilligan A.M. et al. Comparative cost and clinical effectiveness of clostridial collagenase ointment for chronic dermal ulcers // J. Comp. Eff. Res. 2018. V. 7(2). P. 149–165.
9. Майорова А.В., Сысуев Б.Б., Иванкова Ю.О., Ханалиева И.А. Коллагеназы в медицинской практике: современные средства на основе коллагеназы и перспективы их совершенствования // Фармация и фармакология. 2019. Т. 7(5). С. 260–270.
10. Zhang D., Zhang Y., Wang Z., Zhang X. et al. Target radiofrequency combined with collagenase chemonucleolysis in the treatment of lumbar intervertebral disc herniation // Int. J. Clin. Exp. Med. 2015. V. 8(1). P. 526–532.
11. Salma S.S., Abdel-Halim M., Ali M.E. et al. Collagenase loaded chitosan nanoparticles for digestion of the collagenous scar in liver fibrosis: The effect of chitosan intrinsic collagen binding on the success of targeting // Europ. J. Pharmaceutics Biopharmaceutics. 2020. V. 148. P. 54–66.
12. Ziegelmann M.J., Heslop D., Houlihan M. et al. The Influence of Indentation Deformity on Outcomes With Intralesional Collagenase Clostridium Histolyticum Monotherapy for Peyronie's Disease // Urology. 2020. V. 139. P. 122–128.
13. Corder R.D., Gadi S.V., Vachieri R.B. et al. Using rheology to quantify the effects of localized collagenase treatments on uterine fibroid digestion // Acta Biomater. 2021. V. 134. P. 443–452.
14. Loganathan G., Balamurugan A.N., Venugopal S. Human pancreatic tissue dissociation enzymes for islet isolation: Advances and clinical perspectives // Diabetes & Metabolic Syndrome: Clinical Research & Reviews. 2020. V. 14. P. 159–166.
15. Wanderley M.C.A., Wanderley J.M., Neto D. et al. Collagenolytic enzymes produced by fungi: a systematic review // Brasilian J. Microbiology. 2017. V. 48 (1). P. 13–24.
16. Osmolovskiy A.A., Popova E.A., Kreyer V.G., Baranova N.A., Egorov N.S. Fibrinolytic and Collagenolytic Activity of Extracellular Proteinases of the Strains of Micromycetes Aspergillus ochraceus L-1 and Aspergillus ustus 1 // Moscow University Biological Sciences Bulletin. 2016. V. 71 (1). P. 62–66.
17. Zhang Y.-Z., Ran L.-Y., Li C.-Y., Chen X.-L. Diversity, structures, and collagen-degrading mechanisms of bacterial collagenolytic proteases // Appl. Environ. Microbiol. 2015. V. 81 (18). P. 6098–6107.
18. Pal G.K., Suresh P.V. Microbial collagenases: Challenges and prospect in production and potential applications in food and nutrition // RSC Advances. 2016. V. 6 (40). P. 40-56.
19. Daboor S.M., Budge S.M., Ghaly A.E. et al. Extraction and purification of collagenase enzymes: a critical review // Am. J. Biochem. Biotechnol. 2010. V. 6(4). P. 239–263.
20. Конон А.Д., Петровский С.В., Шамбурова М.Ю. и др. Особенности биотехнологий клостридиальных коллагеназ – перспективных ферментов медицинского назначения // Медицина экстренных ситуаций. 2019. № 2 (56). С. 45–57.
21. Никитина З.К., Гордонова И.К., Насибов Э.М. Изучение протеолититческой и коллагенолитической активности мицелиальных грибов в процессе глубинного культивирования // Вопросы биологической, медицинской и фармацевтической химии. 2022. Т. 25(9). С. 16−21.
22. Lee Y.P., Takahashi T. An improved colorimetric determination of amino acids with the use of ninhydrin // Analytical Biochemistry. 1996. V. 14 (1). P. 71–77.
23. Solanki P., Putatunda C., Kumar A., Bhatia R., Walia A. Microbial proteases: ubiquitous enzymes with innumerable uses // 3 Biotech. 2021. V. 11. P. 428–453.
24. Liu L., Meng Y., Dai X., Chen K. Isolation of A Novel Collagenase-producing Strain from Animal Bone Wastes and Optimization of Its Enzyme Production // Chiang. Mai. J. Sci. 2019. V. 46(2). P. 219–235.
25. da Silva R.R., de Freitas C.T.P., Rodrigues A., Cabral H. Production and partial characterization of serine and metallo peptidases secreted by Aspergillus fumigatus Fresenius in submerged and solid state fermentation // Brazilian Journal of Microbiology. 2013. V. 44 (1). P. 235–243.
26. Зиганшин Д.Д., Егоршина А.А., Лукьянцев М.А., Сироткин А.С. Глубинное культивирование микромицета Trichoderma asperellum ВКПМ F-1323 в опытно-промышленных условиях // Известия вузов. Сер. Прикладная химия и биотехнология. 2020. Т. 10 (1). С. 39–47.
27. Никитина З.К., Гордонова И.К. Использование отходов лекарственного растительного сырья для биотехнологического получения гидролитических ферментов // Вопросы биологической, медицинской и фармацевтической химии. 2019.
    Т. 22 (9). С. 37–42.
28. Гордонова И.К., Никитина З.К. Использование мицелиальных грибов для вторичной переработки лекарственного растительного сырья // Вопросы биологической, медицинской и фармацевтической химии. 2020. Т. 23 (6). С. 6–12.
29. Ida E.L., da Silva R.R., de Oliveira T.B., Souto T.B. et al. Biochemical properties and evaluation of washing performance in commercial detergent compatibility of two collagenolytic serine peptidases secreted by Aspergillus fischer and Penicillium citrinum // Preparative Biochemistry & Biotechnology. 2017. V. 47 (3). P. 282–290.
30. Osmolovskiy A.A., Popova E.A., Kreyer V.G., Baranova N.A., Egorov N.S. Vermiculite as a new carrier for extracellular protease production by Aspergillus spp. under solid-state fermentation // Biotechnology Reports. 2021. V. 29. P. e00576.
31. Souza K.P.S., Cunha M.N.C., Batista J.M.S., Oliveira V.M. et al. A novel collagenolytic protease from Mucor subtilissimus UCP 1262: Comparative analysis of production and extraction in submerged and stated-solid fermentation // An. Acad. Bras. Ciênc. 2022. V. 94 (4). P. 1–14.