350 руб
Журнал «Технологии живых систем» №1 за 2021 г.
Статья в номере:
Кальций-чувствительный рецептор, α-клото и FGF21 в развитии нефролитиаза
DOI: 10.18127/j20700997-202101-03
УДК: 616.6
Ключевые слова: Нефролитиаз кальций чувствительный рецептор а-клото мочекаменная болезнь.
Авторы:

И.И. Голодников¹, З.Ш. Павлова², А.А. Камалов³, А.В. Савилов4

2,3 Медицинский научно-образовательный центр МГУ имени М.В. Ломоносова (Москва, Россия), 

1–3 МГУ имени М.В. Ломоносова (Москва, Россия), 

4 Центральный военный клинический госпиталь им. П.В. Мандрыка» Министерства обороны РФ (Москва, Россия)

Аннотация:

Постановка проблемы. Среди множества заболеваний мочеполовой системы нефролитиаз занимает одно из ведущих мест в структуре болезней мочеполовой системы, в том числе и потому, что неуклонно увеличивается количество людей, страдающих этим заболеванием. Крайне актуально установить его взаимосвязь с факторами риска и выявить непосредственные причины, так как это будет способствовать повышению эффективности терапии, воздействующей на причины, а не на следствие.

Цель работы – изучение взаимосвязи кальций-чувствительного рецептора (КЧР), α-клото, FGF21 и нефролитиаза, разборка их непосредственных функций и локализаций в почках. 

Результаты. Подробно разобраны физиологические аспекты работы КЧР, α-клото и FGF21, их локализация и непосредственные функции. Кальций-чувствительный рецептор интересен в аспекте нефролитиаза ввиду его активного участия в метаболизме кальция: во-первых, КЧР оказывает существенное влияние на метаболизм витамина D, снижая его синтез, через подавление 1α-гидрокисилазы; во-вторых, при повышении уровня кальция в крови КЧР ингибирует ROMK, который является лимитирующем фактором в реабсорбции кальция, тем самым регулируется уровень кальция в сыворотке крови; в-третьих, КЧР контролирует экспрессию белков claudin типа 14,16,19, обеспечивающих облегченную диффузию кальция через специальные межклеточные каналы или наоборот, препятствующие этой диффузии.

Функции α-клото также связаны с метаболизмом кальция: секреция паратиреоидного гормона и последующее увеличение кальция в сыворотке крови; быстрая регуляция уровня внеклеточного кальция; регуляция уровня кальция через подавление синтеза кальцитриола, путем проведения сигнала FGF23.

Практическая значимость. Нефролитиаз многофакторен, и у каждого человека имеется свой набор факторов риска, определяющий развитие заболевания, и предоставление актуальной информации способно повысить эффективность клинической практики. Кальций-чувствительный рецептор достоверно является причиной ряда заболеваний, и его исследование может быть рекомендовано при диагностике нефролитиаза. α-клото и FGF21; пока только рассматриваются как перспективные маркеры нефролитаза.

Страницы: 32-40
Для цитирования

Голодников И.И., Павлова З.Ш., Камалов А.А., Савилов А.В. Кальций-чувствительный рецептор, α-клото и FGF21 в развитии нефролитиаза // Технологии живых систем. 2021. Т. 18. № 1. С. 32–40. DOI: 10.18127/j20700997-202101-03.

Список источников
  1. Geng Y., Mosyak L., Kurinov I., Zuo H., Sturchler E., Cheng T. C., Subramanyam P., Brown A.P., Brennan S.C., Mun H.C., Bush M., Chen Y., Nguyen T.X., Cao B., Chang D.D., Quick M., Conigrave A.D., Colecraft H.M., McDonald P., Fan Q.R. Structural mechanism of ligand activation in human calcium-sensing receptor. Elife. 2016. V. 5. P. e13662.
  2. Brown E.M. Role of the calcium-sensing receptor in extracellular calcium homeostasis. Best Pract Res Clin Endocrinol Metab. 2013. V. 27. № 3. P. 333–343.
  3. Hannan F.M., Thakker R.V. Calcium-sensing receptor (CaSR) mutations and disorders of calcium, electrolyte and water metabolism. Best Pract Res Clin Endocrinol Metab. 2013. V. 27. № 3. P. 359–371.
  4. Мирная С., Пигарова Е., Беляева А., Мокрышева Н., Тюльпаков А. Роль кальций-чувствительного рецептора в поддержании системы кальциевого гомеостаза // Остеопороз и остеопатии. 2010. № 3. C. 32–36.
  5. Hofer A.M., Brown E.M. Extracellular calcium sensing and signaling. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2003. V. 4. № 7. P. 530–538.
  6. Thakker R.V. Calcium-sensing receptor: Role in health and disease. Indian J. Endocrinol. Metab. 2012. V. 16. № Suppl 2. P. S213–S216.
  7. Loupy A., Ramakrishnan S.K., Wootla B., Chambrey R., de la Faille R., Bourgeois S., Bruneval P., Mandet C., Christensen E.I., Faure H., Cheval L., Laghmani K., Collet C., Eladari D., Dodd R. H., Ruat M., Houillier P. PTH-independent regulation of blood calcium concentration by the calcium-sensing receptor. J. Clin Invest. 2012. V. 122. № 9. P. 3355–3367.
  8. Riccardi D., Valenti G. Localization and function of the renal calcium-sensing receptor. Nat Rev Nephrol. 2016. V. 12. № 7. P. 414–25.
  9. Riccardi D., Brown E. M. Physiology and pathophysiology of the calcium-sensing receptor in the kidney. Am. J. Physiol. Renal. Physiol. 2010. V. 298. № 3. P. F485–F499.
  10. Maiti A., Beckman M.J. Extracellular calcium is a direct effecter of VDR levels in proximal tubule epithelial cells that counterbalances effects of PTH on renal Vitamin D metabolism. J. Steroid. Biochem. Mol. Biol. 2007. V. 103. № 3–5. P. 504–508.
  11. Zacchia M., Capolongo G., Rinaldi L., Capasso G. The importance of the thick ascending limb of Henle's loop in renal physiology and pathophysiology. Int. J. Nephrol. Renovasc. Dis. 2018. V. 11. P. 81–92.
  12. Kohda Y., Ding W., Phan E., Housini I., Wang J., Star R.A., Huang C.L. Localization of the ROMK potassium channel to the apical membrane of distal nephron in rat kidney. Kidney Int. 1998. V. 54. № 4. P. 1214–1223.
  13. Toka H.R., Pollak M.R., Houillier P. Calcium Sensing in the Renal Tubule. Physiology (Bethesda). 2015. V. 30. № 4. P. 317–326.
  14. Gu R.M., Wei Y., Falck J.R., Krishna U.M., Wang W.H. Effects of protein tyrosine kinase and protein tyrosine phosphatase on apical K(+) channels in the TAL. Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 2001. V. 281. № 4. P. C1188–C1195.
  15. Gamba G., Friedman P.A. Thick ascending limb: the Na(+):K (+):2Cl (-) co-transporter, NKCC2, and the calcium-sensing receptor, CaSR. Pflugers Arch. 2009. V. 458. № 1. P. 61–76.
  16. Gong Y., Renigunta V., Himmerkus N., Zhang J., Renigunta A., Bleich M., Hou J. Claudin-14 regulates renal Ca(+)(+) transport in response to CaSR signalling via a novel microRNA pathway. Embo j. 2012. V. 31. № 8. P. 1999–2012.
  17. Claverie-Martin F. Familial hypomagnesaemia with hypercalciuria and nephrocalcinosis: clinical and molecular characteristics. Clin Kidney J. 2015. T. 8. № 6. C. 656–664.
  18. Vezzoli G., Terranegra A., Rainone F., Arcidiacono T., Cozzolino M., Aloia A., Dogliotti E., Cusi D., Soldati L. Calcium-sensing receptor and calcium kidney stones. J. Transl. Med. 2011. V. 9. P. 201.
  19. Hoenderop J.G., Bindels R.J. Epithelial Ca2+ and Mg2+ channels in health and disease. J. Am. Soc. Nephrol. 2005. V. 16. № 1. P. 15–26.
  20. Nedvetsky P.I., Tamma G., Beulshausen S., Valenti G., Rosenthal W., Klussmann E. Regulation of aquaporin-2 trafficking. Handb Exp Pharmacol. 2009.10.1007/978-3-540-79885-9_6 № 190. P. 133–157.
  21. Kwan B., Champion B., Boyages S., Munns C. F., Clifton-Bligh R., Luxford C., Crawford B. A novel CASR mutation (p.Glu757Lys) causing autosomal dominant hypocalcaemia type 1. Endocrinol. Diabetes Metab. Case Rep. 2018. V. 2018. № 1 P. 1–4.
  22. Vahe C., Benomar K., Espiard S., Coppin L., Jannin A., Odou M.F., Vantyghem M.C. Diseases associated with calcium-sensing receptor. Orphanet. J. Rare Dis. 2017. V. 12. № 1. P. 19.
  23. Thakker R.V. Diseases associated with the extracellular calcium-sensing receptor. Cell Calcium. 2004. V. 35. № 3. P. 275–282.
  24. Prokhorova T.A., Boksha I.S., Savushkina O.K., Tereshkina E.B., Burbaeva G.S. [alpha-Klotho protein in neurodegenerative and mental diseases]. Zh. Nevrol. Psikhiatr. im. S.S. Korsakova. 2019. V. 119. № 1. P. 80–88.
  25. Chen C.D., Podvin S., Gillespie E., Leeman S.E., Abraham C.R. Insulin stimulates the cleavage and release of the extracellular domain of Klotho by ADAM10 and ADAM17. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007. V. 104. № 50. P. 19796–19801.
  26. Han X., Quarles L.D. Multiple faces of fibroblast growth factor-23. Curr Opin Nephrol Hypertens. 2016. V. 25. № 4. P. 333–342.
  27. Gigante M., Lucarelli G., Divella C., Netti G.S., Pontrelli P., Cafiero C., Grandaliano G., Castellano G., Rutigliano M., Stallone G., Bettocchi C., Ditonno P., Gesualdo L., Battaglia M., Ranieri E. Soluble Serum alphaKlotho Is a Potential Predictive Marker of Disease Progression in Clear Cell Renal Cell Carcinoma. Medicine (Baltimore). 2015. V. 94. № 45. P. e1917.
  28. Andrukhova O., Smorodchenko A., Egerbacher M., Streicher C., Zeitz U., Goetz R., Shalhoub V., Mohammadi M., Pohl E.E., Lanske B., Erben R.G. FGF23 promotes renal calcium reabsorption through the TRPV5 channel. Embo j.2014.V.33.№3. P. 229–246.
  29. Flotynska J., Uruska A., Araszkiewicz A., Zozulinska-Ziolkiewicz D. Klotho protein function among patients with type 1 diabetes. Endokrynol Pol. 2018. V. 69. № 6. P. 696–704.
  30. Nabeshima Y., Imura H. alpha-Klotho: a regulator that integrates calcium homeostasis. Am. J. Nephrol. 2008. V. 28. № 3. P. 455–464.
  31. Chang Q., Hoefs S., van der Kemp A.W., Topala C.N., Bindels R.J., Hoenderop J.G. The beta-glucuronidase klotho hydrolyzes and activates the TRPV5 channel. Science. 2005. V. 310. № 5747. P. 490–493.
  32. Staiger H., Keuper M., Berti L., Hrabe de Angelis M., Haring H.U. Fibroblast Growth Factor 21-Metabolic Role in Mice and Men. Endocr Rev. 2017. V. 38, № 5. P. 468–488.
  33. Kharitonenkov A., Shiyanova T.L., Koester A., Ford A.M., Micanovic R., Galbreath E.J., Sandusky G.E., Hammond L.J., Moyers J.S., Owens R.A., Gromada J., Brozinick J.T., Hawkins E.D., Wroblewski V.J., Li D.S., Mehrbod F., Jaskunas S.R., Shanafelt A.B. FGF-21 as a novel metabolic regulator. J. Clin. Invest. 2005. V. 115. № 6. P. 1627–1635.
  34. Straub L., Wolfrum C. FGF21, energy expenditure and weight loss – How much brown fat do you need - Mol. Metab. 2015. V. 4.  № 9. P. 605–609.
  35. Fisher F.M., Maratos-Flier E. Understanding the Physiology of FGF21. Annu Rev. Physiol. 2016. V. 78. P. 223–241.
  36. Ong K.L., Rye K.A., O'Connell R., Jenkins A.J., Brown C., Xu A., Sullivan D.R., Barter P.J., Keech A.C. Long-term fenofibrate therapy increases fibroblast growth factor 21 and retinol-binding protein 4 in subjects with type 2 diabetes. J. Clin. Endocrinol. Metab. 2012. V. 97. № 12. P. 4701–4708.
  37. Kim K.H., Lee M.S. FGF21 as a mediator of adaptive responses to stress and metabolic benefits of anti-diabetic drugs. J. Endocrinol. 2015. V. 226. № 1. P. R1–16.
  38. Wanders D., Forney L.A., Stone K.P., Burk D.H., Pierse A., Gettys T.W. FGF21 Mediates the Thermogenic and Insulin-Sensitizing Effects of Dietary Methionine Restriction but Not Its Effects on Hepatic Lipid Metabolism. Diabetes. 2017. V. 66. № 4. P. 858–867.
  39. Hsuchou H., Pan W., Kastin A.J. The fasting polypeptide FGF21 can enter brain from blood. Peptides. 2007. V. 28. № 12. P. 2382–2386.
  40. Stein S., Bachmann A., Lossner U., Kratzsch J., Bluher M., Stumvoll M., Fasshauer M. Serum levels of the adipokine FGF21 depend on renal function. Diabetes Care. 2009. V. 32. № 1. P. 126–128.
  41. Hindricks J., Ebert T., Bachmann A., Kralisch S., Lossner U., Kratzsch J., Stolzenburg J.U., Dietel A., Beige J., Anders M., Bast I., Bluher M., Stumvoll M., Fasshauer M. Serum levels of fibroblast growth factor-21 are increased in chronic and acute renal dysfunction. Clin Endocrinol (Oxf). 2014. V. 80. № 6. P. 918–924.
  42. John B.S., Patel U., Anson K. What radiation exposure can a patient expect during a single stone episode - J. Endourol. 2008. V. 22. № 3. P. 419–422.
  43. Stamatelou K.K., Francis M.E., Jones C.A., Nyberg L.M., Curhan G.C. Time trends in reported prevalence of kidney stones in the United States: 1976–1994. Kidney Int. 2003. V. 63. № 5. P. 1817–1823.
Дата поступления: 13.08.2020
Одобрена после рецензирования: 15.12.2020
Принята к публикации: 15.01.2021