К.Т. Момыналиев1, И.А. Аполлонова2, И.В. Иванов3

1–3 Федеральное государственное бюджетное учреждение
«Всероссийский научно-исследовательский и испытательный институт медицинской техники»
Федеральной службы по надзору в сфере здравоохранения (Москва, Россия)

1,2 Московский государственный технический университет им. Н.Э. Баумана (Москва, Россия)

1 kmomynaliev@vniiimt, 2 apollonova-i@bmstu.ru, 3 ivanov@vniiimt.ru

Постановка проблемы. Способность быстро обнаруживать и различать множественные инфекции в организме человека и окружающей среде имеет решающее значение для контроля распространения инфекций. Кроме того, в настоящее время актуально выявление инфекционных агентов в полевых условиях.

Цель. Сформулировать требования к молекулярным системам, используемым в полевых условиях, для быстрого выявления инфекционных агентов и сделать обзор существующих решений для быстрой диагностики патогенов в полевых условиях.

Результаты. Рассмотрены основные автоматические системы для молекулярной диагностики патогенов, которые удовлетворяют условиям автоматизации и мультиплексности и зарегистрированы в качестве медицинских изделий. Из рассмотренных нами молекулярных платформ подход, реализованный в системе FilmArray, позволяет выполнять мультиплексное тестирование патогенов. Данная система компактна (помещается в чемодан), обеспечивает получение результатов менее, чем за 1 ч по широкому спектру патогенов, все этапы анализа от выделения ДНК до получения результатов проводятся в автоматическом режиме без участия оператора. FilmArray является реализацией системы «Лаборатория на чипе» или μTAS (микросистема полного анализа).

Практическая значимость. Выявлено, что микрофлюидная полимеразная цепная реакция (ПЦР) должна стать одним из основных направлений технологии ПЦР для диагностики инфекций в полевых условиях. Используя преимущества микрофлюидики, ПЦР может быть выполнена в портативном устройстве с большим удобством. Учитывая совместимость с наиболее часто используемыми методами выделения нуклеиновых кислот и простую стратегию нагревания, микрофлюидные платформы можно рассматривать как одну из конкурентоспособных платформ быстрой диагностики в полевых условиях из-за ее сверхвысокой эффективности термоциклирования с достаточно большим реактором и автоматическим выделение нуклеиновых кислот из биообразцов.

Момыналиев К.Т., Аполлонова И.А., Иванов И.В. Подходы к проектированию молекулярных платформ для использования в полевых условиях с целью выявления инфекционных агентов // Биомедицинская радиоэлектроника. 2023. T. 26. № 5.
С. 17-32. DOI: https://doi.org/10.18127/j15604136-202305-03

1. Zhang Z.W., Zhou Y.M., Zhang Y., Guo Y., Tao S.C. et al. Sensitive detection of SARS coronavirus RNA by a novel asymmetric multiplex nested RT-PCR amplification coupled with oligonucleotide microarray hybridization // Methods Mol. Med. 2005. V. 114. P. 59–78.
2. Petric M., Comanor L., Petti C.A. Role of the laboratory in diagnosis of influenza during seasonal epidemics and potential pandemics // J. Infect. Dis. 2006. V. 194 (Suppl. 2). P. 98–110.
3. Fox J.D. Respiratory virus surveillance and outbreak investigation // J. Clin. Virol. 2007. V. 40 (Suppl. 1). P. 24–30.
4. Lessa F.C., Gould P.L., Pascoe N., Erdman D.D., Lu X. et al. Health care transmission of a newly emergent adenovirus serotype in health care personnel at a military hospital in Texas, 2007 // J. Infect. Dis. 2009. V. 200. P. 1759–1765.
5. Hatchette T.F., Bastien N., Berry J., Booth T.F., Chernesky M. et al. The limitations of point of care testing for pandemic influenza: what clinicians and public health professionals need to know // Can. J. Public Health. 2009. V. 100. P. 204–207.
6. McCabe K.M., Khan G., Zhang Y.H., Mason E.O., McCabe E.R. Amplification of bacterial DNA using highly conserved sequences: automated analysis and potential for molecular triage of sepsis // Pediatrics. 1995. V. 95. P. 165–169.
7. Forbes B.A. Introducing a molecular test into the clinical microbiology laboratory: development, evaluation, and validation // Arch. Pathol. Lab. Med. 2003. V. 127. P. 1106–1111.
8. СанПиН 3.3686-21 «Санитарно-эпидемиологические требования по профилактике инфекционных болезней».
9. Chia J.H., Chu C., Su L.H., Chiu C.H., Kuo A.J. et al. Development of a multiplex PCR and SHV melting-curve mutation detection system for detection of some SHV and CTX-M beta-lactamases of Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, and Enterobacter cloacae in Taiwan // J. Clin. Microbiol. 2005. V. 43. P. 4486–4491.
10. Colom K., Perez J., Alonso R., Fernandez-Aranguiz A., Larino E. et al. Simple and reliable multiplex PCR assay for detection of blaTEM, bla(SHV) and blaOXA-1 genes in Enterobacteriaceae // FEMS Microbiol. Lett. 2003. V. 223. P. 147–151.
11. Ginevra C., Barranger C., Ros A., Mory O., Stephan J.L. et al. Development and evaluation of Chlamylege, a new commercial test allowing simultaneous detection and identification of Legionella, Chlamydophila pneumoniae, and Mycoplasma pneumoniae in clinical respiratory specimens by multiplex PCR // J. Clin. Microbiol. 2005. V. 43. P. 3247–3254.
12. Perez-Roth E., Claverie-Martin F., Villar J., Mendez-Alvarez S. Multiplex PCR for simultaneous identification of Staphylococcus aureus and detection of methicillin and mupirocin resistance // J. Clin. Microbiol. 2001. V. 39. P. 4037–4041.
13. Strommenger B., Kettlitz C., Werner G., Witte W. Multiplex PCR assay for simultaneous detection of nine clinically relevant antibiotic resistance genes in Staphylococcus aureus // J. Clin. Microbiol. 2003. V. 41. P. 4089–4094.
14. Cockerill F.R. Application of rapid-cycle real-time polymerase chain reaction for diagnostic testing in the clinical microbiology laboratory // Arch. Pathol. Lab. Med. 2003. V. 127. P. 1112–1120.
15. Yang S., Rothman R.E. PCR-based diagnostics for infectious diseases: uses, limitations, and future applications in acute-care settings // Lancet Infect. Dis. 2004. V. 4. P. 337–348.
16. Nolte F.S., Marshall D.J., Rasberry C., Schievelbein S., Banks G.G. et al. MultiCode-PLx system for multiplexed detection of seventeen respiratory viruses // J. Clin. Microbiol. 2007. V. 45. P. 2779–2786.
17. Lassauniere R., Kresfelder T., Venter M. A novel multiplex real-time RT-PCR assay with FRET hybridization probes for the detection and quantitation of 13 respiratory viruses // J. Virol. Methods. 2010. V. 165 (2). P. 254–260.
18. Li H., McCormac M.A., Estes R.W., Sefers S.E., Dare R.K. et al. Simultaneous detection and high-throughput identification of a panel of RNA viruses causing respiratory tract infections // J. Clin. Microbiol. 2007. V. 45. P. 2105–2109.
19. Patent US20170122851A1. Sample preparation for difficult sample types. Biofire Diagnostics LLC.
20. Poritz M.A., Blaschke A.J., Byington C.L., Meyers L., Nilsson K., Jones D.E. et al. FilmArray, an Automated Nested Multiplex PCR System for Multi-Pathogen Detection: Development and Application to Respiratory Tract Infection // PLoS ONE. 2011. V. 6(10). P. e26047. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0026047
21. Huang E., Wang Y., Yang N., Shu B., Zhang G., Liu D. A fully automated microfluidic PCR-array system for rapid detection of multiple respiratory tract infection pathogens // Anal. Bioanal. Chem. 2021. V. 413(7). P. 1787–1798. doi:10.1007/s00216-021-03171-4
22. Patent US US9498778B2. Instrument for processing cartridge for performing assays in a closed sample preparation and reaction system. GENMARK DIAGNOSTICS, INC.
23. GenMarkDx ePlex Specifications (2018). www.genmarkdx.com/wp-content/uploads/2015/07/GNMK IMC 1044 E ePlex Specifications.
24. Pierce V.M., Hodinka R.L. Comparison of the GenMark Diagnostics eSensor respiratory viral panel to real-time PCR for detection of respiratory viruses in children // J. Clin. Microbiol. 2012. V. 50(11). P. 3458–3465.
25. Babady N.E., England M.R., Jurcic Smith K.L. et al. Multicenter evaluation of the ePlex respiratory pathogen panel for the detection of viral and bacterial respiratory tract pathogens in nasopharyngeal swabs // J. Clin. Microbiol. 2018. V. 56(2). P. e01658-17.
26. Lowery T.J. Nanomaterials-based magnetic relaxation switch biosensors. In: CSSR K, editor. Nanomaterials for the life sciences, Magnetic nanomaterials, vol. 4. Weinheim: Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA. 2009. P. 3–53.
27. Skewis L.R., Demas V., Lowery T.J. Nuclear magnetic resonance nanotechnology: application in clinical diagnostics and monitoring // Encycl. Anal. Chem. 2013. P. 1–26.
28. Luo Z-X., Fox L., Cummings M., Lowery T.J., Daviso E. New frontiers in in vitro medical diagnostics by low field T 2 magnetic resonance relaxometry // Trends Anal. Chem. 2016. V. 83. P. 94–102.
29. Josephson L., Perez J.M., Weissleder R. Magnetic nanosensors for the detection of oligonucleotide sequences // Angew Chem. 2001. V. 113. P. 3304–3306.
30. Perez J.M., Josephson L., O'Loughlin T., Högemann D., Weissleder R. Magnetic relaxation switches capable of sensing molecular interactions // Nat. Biotechnol. 2002. V. 20. P. 816–820.
31. Perez J.M., Simeone F.J., Saeki Y., Josephson L., Weissleder R. Viral-induced self-assembly of magnetic nanoparticles allows the detection of viral particles in biological media // JACS. 2003. V. 125. P. 10192–10193.
32. Perez J.M., Josephson L., Weissleder R. Use of magnetic nanoparticles as nanosensors to probe for molecular interactions // Chembiochem. 2004. V. 5. P. 261–264.
33. Neely L.A., Audeh M., Phung N.A. et al. T2 magnetic resonance enables nanoparticle-mediated rapid detection of candidemia in whole blood // Sci. Transl. Med. 2013. V. 5. P. 182ra54.
34. Mylonakis E., Clancy C.J., Ostrosky-Zeichner L. et al. T2 magnetic resonance assay for the rapid diagnosis of candidemia in whole blood: a clinical trial // Clin. Infect. Dis. 2015. V. 60. P. 892–899.
35. Pfaller M.A., Wolk D.M., Lowery T.J. T2MR and T2Candida: novel technology for the rapid diagnosis of candidemia and invasive candidiasis // Future Microbiol. 2015. V. 11. P. 103–117.
36. Na H.B., Song I.C., Hyeon T. Inorganic nanoparticles for MRI contrast agents // Adv. Mater. 2009. V. 21. P. 2133–2148.
37. Yager P., Edwards T., Fu E., Helton K., Nelson K. et al. Microfluidic diagnostic technologies for global public health // Nature. 2006. V. 442. P. 412–418.
38. Whitesides G.M. The origins and the future of microfluidics // Nature. 2006. V. 442. P. 368–373.
39. Charles P.G. Early diagnosis of lower respiratory tract infections (point-of-care tests) // Curr. Opin. Pulm. Med. 2008. V. 14.
    P. 176–182.
40. Henrickson K.J. Advances in the laboratory diagnosis of viral respiratory disease // Pediatr. Infect. Dis. J. 2004. V. 23. P. S6–10.
41. Weitzel T., Schnabel E., Dieckmann S., Borner U., Schweiger B. Evaluation of a new point-of-care test for influenza A and B virus in travellers with influenza-like symptoms // Clin. Microbiol. Infect. 2007. V. 13. P. 665–669.
42. Попова В.М., Матвеев И.Н., Гринь С.А., Богомолова О.А., Маркова Е.В. Цирковирусная инфекция свиней, культивирование ЦВС-1 и ЦВС-2, диагностика, меры борьбы // Технологии живых систем. 2021. T. 18. № 3. С. 67−77.
43. Ширшова А.Н., Сметанина М.А., Аушев В.Н., Филипенко М.Л., Кушлинский Н.Е. МикроРНК – новые перспективные биомаркеры опухолей и мишени химиотерапии. Часть 3. Терапевтическое применение микроРНК. Методы количественного определения // Вопросы биологической, медицинской и фармацевтической химии. 2015. № 4. C. 31–39.