Л.Х. Пастушкова1, А.Г. Гончарова2, Д.Н. Каширина3, И.М Ларина4

1–4 ФГБУН Государственный научный центр Российской Федерации – Институт медико-биологических проблем Российской академии наук (Москва, Россия)

1 lpastushkova@mail.ru, 2 goncharova.anna@gmail.com, 3 daryakudryavtseva@mail.ru, 4 irina.larina@gmail.com

Постановка проблемы. Эндотелий сосудов играет фундаментальную роль в поддержании сосудистого гомеостаза, в том числе за счет антитромботических свойств, и является важным модулятором многих физиологических свойств сосудистой стенки. Анализ научных источников данного направления показывает изменение путей активации эндотелия, пролиферации, миграции, апоптоза на моделях клеточных культур и биологических образцах мочи и плазмы крови участников космических полетов (КП) и наземных модельных исследований. Однако в доступной литературе нет данных о представленности биологических процессов, связанных с функциональным состоянием эндотелия, во время продолжительных КП.

Цель работы – исследование динамики представленности биологических процессов, функционально связанных с эндотелием сосудов в протеоме сухих пятен крови космонавтов.

Результаты. С помощью программного обеспечения ANDvisio была проанализирована связь достоверно увеличивающихся белков с их участием в регуляции биологических процессов, связанных с состоянием эндотелия в КП. Таким образом были выделены группы белков и основные биологические процессы, в которых они участвуют. На 7-е сутки и 3-й месяц КП отмечаются разнонаправленные изменения процессов: apoptosis of endothelial cellsꜜ, endothelial cell activationꜛ, endothelial cell proliferationꜛ. Специфическим процессом на 7-е сутки КП является e-nos-dependent pathway, однако в него включен только один белок – Caveolae-associated protein 2, который не вовлекается в другие эндотелиальные процессы. Для 3-го месяца оказались специфичными три биологических процесса – endothelial cell morphogenesis, negative regulation of endothelial cell proliferation, endothelial tube lumen extension, однако в них, согласно программе ANDvisio, вовлечен только один белок. На 6-й месяц полета специфичных для функций эндотелия сосудов процессов не выявлялось. На основании полученных результатов изучения протеома крови можно предполагать, что устойчивое состояние адаптации эндотелиальных функций в длительном КП наступает в период между 3- и 6-м месяцами.

Практическая значимость. Полученные данные дают информацию для разработки методов и средств профилактики эндотелиальной дисфункции, а также об актуальном периоде их применения у космонавтов и, кроме того, будут способствовать совершенствованию оценки состояния здоровья космонавтов в послеполетном периоде.

Пастушкова Л.Х., Гончарова А.Г., Каширина Д.Н., Ларина И.М. Динамика представленности биологических процессов, функционально связанных с эндотелием сосудов в протеоме сухих пятен крови космонавтов // Технологии живых систем. 2026.
T. 23. № 1. С. 5-19. DOI: https://doi.org/10.18127/j20700997-202601-01

1. Григорьев А.И., Егоров А.Д. Результаты медицинских исследований в космических полетах. Длительные космические полеты. В кн: Космическая биология и медицина. Человек в космическом полете. Т. 3. Кн. 2. М.: Наука. 1997. С. 368–447.
2. Мартынюк Т.В., Масенко В.П., Чазова И.Е., Беленков Ю.Н. Эндотелиальная дисфункция у больных с легочной гипертензией // Кардиология. 1997. № 10. С. 25–29.
3. Davignon J., Ganz P. Role of endothelial dysfunction in atherosclerosis // Circulation. 2004. Jun 15. V. 109 (23 Suppl 1). P. III27–32. DOI: 10.1161/01.CIR.0000131515.03336.f8
4. Пастушкова Л.Х., Каширина Д.Н., Кононихин А.С. и др. Влияние длительных космических полетов на белки мочи человека, функционально связанные с эндотелием // Физиология человека. 2018. Т. 44. № 1. С. 72–81.
5. Каширина Д.Н., Пастушкова Л.Х., Перси Э.Дж. и др. Изменение белкового состава плазмы космонавтов после космического полета и его значение для функций эндотелия // Физиология человека. 2019. Т. 45. № 1. С. 88–96.
6. Baselet B., Sonveaux P., Baatout S., Aerts A. Pathological effects of ionizing radiation: endothelial activation and dysfunction // Cell. Mol. Life Sci. 2019. Feb. V. 76(4). P. 699–728. DOI: 10.1007/s00018-018-2956-z
7. Barravecchia I., Angeloni D. Microgravity inhibits autophagy in human capillary endothelial cells in space flight // Autophagy Rep. 2022. Jul 29. V. 1(1). P. 337–340. DOI: 10.1080/27694127.2022.2102363
8. Zhao H., Shi Y., Qiu C. et al. Effects of Simulated Microgravity on Ultrastructure and Apoptosis of Choroidal Vascular Endothelial Cells // Front. Physiol. 2021. Jan 18. V. 11. Article 577325. DOI: 10.3389/fphys.2020.577325
9. Zhao M., Ma X., Zuo Z. et al. Microgravity modulates keratinocyte, fibroblast, and endothelial cell communication during wound healing // Life Sci. 2025. Jul 6. V. 378. Article 123842. DOI: 10.1016/j.lfs.2025.123842
10. Lafargue A., Degorre C., Corre I. et al. Ionizing radiation induces long-term senescence in endothelial cells through mitochondrial respiratory complex II dysfunction and superoxide generation // Free Radic. Biol. Med. 2017 Jul. V. 108. P. 750–759. DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2017.04.019
11. Campisi J., d'Adda di Fagagna F. Cellular senescence: when bad things happen to good cells // Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2007 Sep. V. 8(9). P. 729–740. DOI: 10.1038/nrm2233
12. Lin X., Zhang K., Wei D. et al. The Impact of Spaceflight and Simulated Microgravity on Cell Adhesion // Int. J. Mol. Sci. 2020 Apr 25. V. 21(9). P. 3031. DOI: 10.3390/ijms21093031
13. Zheng D., Liu J., Piao H. et al. ROS-triggered endothelial cell death mechanisms: Focus on pyroptosis, parthanatos, and ferroptosis // Front. Immunol. 2022 Nov 1. V. 13. Article 1039241. DOI: 10.3389/fimmu.2022.1039241
14. Kuzichkin D.S., Nichiporuk I.A., Zhuravleva O.A. et al. Endothelial dysfunction markers and immune response indices in cosmonauts' blood after long-duration space flights // NPJ Microgravity. 2022 Nov 2. V. 8(1). P. 46. DOI: 10.1038/s41526-022-00237-0
15. Гончаров И.Н., Пастушкова Л.Х., Гончарова А.Г. и др. Исследование протеома крови для оценки регуляции ангиогенеза у космонавтов после завершения полета // Физиология человека. 2024. Т. 50. № 5. С. 65–75. DOI: 10.31857/S0131164624050076
16. Пастушкова Л.Х., Гончарова А.Г., Каширина Д.Н., Ларина И.М. Анализ молекулярных сетей компенсации дисфункциональных нарушений сердечно-сосудистой системы во время длительных космических полетов в «сухих пятнах» крови // Технологии живых систем. 2025. Т. 22. № 3. С. 5−17. DOI: 10.18127/j20700997-202503-01
17. McQuaid C., Halsey A., Dubois M. et al. Comparison of polypeptides that bind the transferrin receptor for targeting gold nanocarriers // PLoS One. 2021 Jun 4. V. 16(6). P. e0252341. DOI: 10.1371/journal.pone.0252341
18. Ma H., Huang Y., Tian W. et al. Endothelial transferrin receptor 1 contributes to thrombogenesis through cascade ferroptosis // Redox Biol. 2024 Apr. V. 70. P. 103041. DOI: 10.1016/j.redox.2024.103041
19. An L.N., Yue Y., Guo W.Z. et al. Surgical trauma induces iron accumulation and oxidative stress in a rodent model of postoperative cognitive dysfunction // Biol. Trace. Elem. Res. 2013 Feb. V. 151(2). P. 277–283. DOI: 10.1007/s12011-012-9564-9
20. Affara M., Dunmore B., Savoie C. et al. Understanding endothelial cell apoptosis: what can the transcriptome, glycome and proteome reveal? // Philos. Trans. R Soc. Lond. B Biol. Sci. 2007 Aug 29. V. 362(1484). P. 1469–1487. DOI: 10.1098/rstb.2007.2129
21. Туркина А.А., Маевская М.В., Жаркова М.С., Ивашкин В.Т. Особенности строения и функций сывороточного альбумина в норме и у пациентов с циррозом печени // Российский журнал гастроэнтерологии, гепатологии, колопроктологии. 2022. Т. 32(4). С. 7–16. DOI: 10.22416/1382-4376-2022-32-4-7-16
22. Najari Beidokhti M., Villalba N., Ma Y. et al. Lung endothelial cell senescence impairs barrier function and promotes neutrophil adhesion and migration // Geroscience. 2025 Jun. V. 47(3). P. 2655–2671. DOI: 10.1007/s11357-025-01517-9
23. Dull R.O., Chignalia A.Z. The Glycocalyx and Pressure-Dependent Transcellular Albumin Transport // Cardiovasc. Eng. Technol. 2020 Dec. V. 11(6). P. 655–662. DOI: 10.1007/s13239-020-00489-5
24. Li X., Fang P., Li Y. et al. Mitochondrial Reactive Oxygen Species Mediate Lysophosphatidylcholine-Induced Endothelial Cell Activation // Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 2016 Jun. V. 36(6). P. 1090–1100. DOI: 10.1161/ATVBAHA.115.306964
25. Liggett T.E., Balabanov R. Chapter 16 – Immune Aspects of the Blood–Brain Barrier // NeuroImmune Biology. 2010. V. 9. P. 183–195.
26. Xu Y., Sui Y., Jiang R. et al. Sulfhydrated albumin transmits H2S signaling and ameliorates DOX-induced multiorgan injuries // Redox Biol. 2025 Jun. V. 83. P. 103631. DOI: 10.1016/j.redox.2025.103631
27. Wu N., Ma S., Ding H. et al. SH-Alb inhibits phenotype remodeling of pro-fibrotic macrophage to attenuate liver fibrosis through SIRT3-SOD2 axis // Biomed. Pharmacother. 2024 Jul. V. 176. P. 116919. DOI: 10.1016/j.biopha.2024.116919
28. Lynam E.G., Lane J.A.E., Finding E.J.T., Wheeler-Jones C.P.D. Simultaneous Measurement of Endothelial Cell Proliferation and Cell Cycle Stage Using Flow Cytometry // Methods Mol. Biol. 2022. V. 2475. P. 223–228. DOI: 10.1007/978-1-0716-2217-9_16
29. Svensson D., Lagerstedt J.O., Nilsson B-O., Del Giudice R. Apolipoprotein A-I attenuates LL-37-induced endothelial cell cytotoxicity // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2017. V. 493. P. 71–76.
30. Theofilatos D., Fotakis P., Valanti E. et al. HDL-apoA-I induces the expression of angiopoietin like 4 (ANGPTL4) in endothelial cells via a PI3K/AKT/FOXO1 signaling pathway // Metabolism. 2018. V. 87. P. 36–47.
31. Garbuzova-Davis S., Willing A.E., Borlongan C.V. Apolipoprotein A1 Enhances Endothelial Cell Survival in an In Vitro Model of ALS // eNeuro. 15 July 2022. V. 9(4). DOI: 10.1523/ENEURO.0140-22.2022
32. Xu W., Qian M., Huang C. et al. Comparison of Mechanisms of Endothelial Cell Protections Between High-Density Lipoprotein and Apolipoprotein A-I Mimetic Peptide // Front. Pharmacol. 2019 Jul 19. V. 10. P. 817. DOI: 10.3389/fphar.2019.00817
33. Zhang T., Lu X., Beier F., Feng Q. Rac1 activation induces tumour necrosis factor-α expression and cardiac dysfunction in endotoxemia // J. Cell. Mol. Med. 2011 May. V. 15(5). P. 1109–1121. DOI: 10.1111/j.1582-4934.2010.01095.x
34. Del Gaudio I., Camerer E. Distinct GEFs Couple S1PR1 to Rac for Endothelial Barrier Enhancement and Lymphocyte Trafficking // Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 2022 Jul. V. 42(7). P. 903–905. DOI: 10.1161/ATVBAHA.122.317794
35. Hahmeyer M.L.D.S., da Silva-Santos J.E. Rho-Proteins and Downstream Pathways as Potential Targets in Sepsis and Septic Shock: What Have We Learned from Basic Research // Cells. 2021 Jul 21. V. 10(8). P. 1844. DOI: 10.3390/cells10081844
36. Dilasser F., Rio M., Rose L. et al. Smooth muscle Rac1 contributes to pulmonary hypertension // Br. J. Pharmacol. 2022 Jul. V. 179(13). P. 3418–3429. DOI: 10.1111/bph.15805
37. Förstermann U., Sessa W.C. Nitric oxide synthases: regulation and function // Eur. Heart J. 2012 Apr. V. 33(7). P. 829–837, 837a-837d. DOI: 10.1093/eurheartj/ehr304
38. Boopathy G.T.K., Kulkarni M., Ho S.Y. et al. Cavin-2 regulates the activity and stability of endothelial nitric-oxide synthase (eNOS) in angiogenesis // J. Biol. Chem. 2017 Oct 27. V. 292(43). P. 17760–17776. DOI: 10.1074/jbc.M117.794743
39. Akwii R.G., Sajib M.S., Zahra F.T. Angiopoietin-2-induced lymphatic endothelial cell migration drives lymphangiogenesis via the β1 integrin-RhoA-formin axis // Angiogenesis. 2022. V. 25. P. 373–396. DOI: 10.1007/s10456-022-09831-y
40. Howe G.A, Addison C.L. RhoB controls endothelial cell morphogenesis in part via negative regulation of RhoA // Vasc. Cell. 2012 Feb 8. V. 4. P. 1. DOI: 10.1186/2045-824X-4-1
41. Hauke M., Eckenstaler R., Ripperger A. et al. Active RhoA Exerts an Inhibitory Effect on the Homeostasis and Angiogenic Capacity of Human Endothelial Cells // J. Am. Heart Assoc. 2022 Jun 21. V. 11(12). P. e025119. DOI: 10.1161/JAHA.121.025119
42. Ramasamy S.K., Kusumbe A.P., Adams R.H. Regulation of tissue morphogenesis by endothelial cell-derived signals // Trends Cell Biol. 2015 Mar. V. 25(3). P. 148–157. DOI: 10.1016/j.tcb.2014.11.007
43. Lin X., Zhang K., Wei D. et al. The Impact of Spaceflight and Simulated Microgravity on Cell Adhesion // Int. J. Mol. Sci. 2020 Apr 25. V. 21(9). P. 3031. DOI: 10.3390/ijms21093031